Lorsque Courtney « CJ » Johnson extrait des images de son doctorat. dissertation, c’est comme si elle regardait une tentative d’effraction sur une caméra de sécurité à domicile.
L’intrus touche sa cible sans mettre un pied à l’intérieur, à la recherche d’un point d’entrée. Mais cet intrus n’est pas votre cambrioleur typique. C’est un virus.
Filmée pendant deux minutes et demie en localisant son emplacement 1 000 fois par seconde, la séquence montre une minuscule particule virale, des milliers de fois plus petite qu’un grain de sable, alors qu’elle vacille et oscille parmi des cellules intestinales humaines étroitement emballées.
Pendant un instant fugace, le virus entre en contact avec une cellule et effleure sa surface mais ne s’y colle pas avant de repartir. S’il s’agissait d’un véritable cambriolage, dit Johnson, « ce serait la partie où le cambrioleur n’a pas encore cassé la fenêtre ».
Une vidéo microscopique montre un virus (tracé violet) alors qu’il se dirige vers la surface des cellules intestinales humaines (vert). Crédit: Le laboratoire Welsher, Duke University
Johnson fait partie d’une équipe de l’Université Duke dirigée par le professeur adjoint de chimie Kevin Welsher. En collaboration avec l’associé postdoctoral de Welsher, Jack Exell, et ses collègues, ils ont trouvé un moyen de capturer des séquences 3D en temps réel de virus à mesure qu’ils s’approchent de leurs cibles cellulaires. Leurs recherches sont publiées aujourd’hui dans la revue Méthodes naturelles.
Nous inhalons, ingérons et absorbons des millions de virus chaque jour. La plupart d’entre eux sont inoffensifs, mais certains d’entre eux, comme les virus qui causent la grippe ou le COVID-19, peuvent nous rendre malades.
Démonstration du principe de fonctionnement du 3D-TrIm. La séquence d’animation commence par un aperçu de la configuration expérimentale dans laquelle un échantillon chauffé contenant des particules virales (VLP) et des cellules vivantes sont montés sur une platine piézoélectrique avec une lentille d’objectif partagée par les sources de microscope de suivi et d’imagerie. Cet aperçu est suivi d’une animation de suivi en temps réel 3D-SMART, démontrant comment une paire de déflecteurs électro-optiques (EOD) crée un motif de grille latéral Knight’s Tour, suivi de l’utilisation d’un gradient acoustique accordable (objectif TAG) pour balayer une plage focale au-dessus et au-dessous du centre du volume focal. Une animation finale démontre le principe de l’imagerie point-scan 3D-FASTR. Le crédit: Méthodes naturelles (2022). DOI : 10.1038/s41592-022-01672-3
L’infection commence lorsqu’un virus se lie et pénètre dans une cellule, où il détourne la machinerie cellulaire pour faire des copies de lui-même. Mais avant de pouvoir s’introduire, un virus doit d’abord atteindre la cellule, a déclaré Johnson.
Cela signifie souvent traverser la couche protectrice de cellules et de mucus qui tapisse les voies respiratoires et l’intestin, l’une des premières lignes de défense du corps contre les infections.
VSV-G explorant la matrice extracellulaire, liée à la Fig. 2a, b. Reconstruction 3D de la trajectoire VSV-G VLP en temps réel dans la matrice extracellulaire de cellules GM701 vivantes (colorées avec le label F-actine SiR650-actine), à partir d’un ensemble de données 4D couvrant 10 volumes locaux, à 16 FPV. La trajectoire (~162 s) est segmentée en 25 segments par seconde (25 images par seconde lorsque le taux de lecture est de 1 ×) et coloriée en fonction du temps. La barre de progression montre comment la trajectoire est catégorisée : (1) Période de diffusion libre (taux de lecture : 2×) : 0–14 s, 18–38 s, 44–62 s, 70–108 s. (2) Période d’écrémage (taux de lecture : 1×) : 14–18 s, 38–44 s, 62–70 s, 108–122 s. (3) Détachement (taux de lecture : 2×) : 122–162 s. La sphère représente la position VLP dans l’image actuelle (le taux de rafraîchissement est cohérent avec la trajectoire, c’est-à-dire 25 FPS à 1 × taux de lecture). Volumes d’image formés à partir d’une projection d’intensité maximale dans le temps à partir de volumes locaux acquis sur 16 temps de trame. Dans a, les cellules sont codées par couleur par intensité d’imagerie, tandis que dans b, les cellules sont codées par couleur en fonction de la distance du virus à la surface cellulaire. Les panneaux a et b partagent la même échelle de couleurs de trajectoire, l’angle de caméra et le chemin de caméra ; cependant, a est agrandi par rapport à b. Le crédit: Méthodes naturelles (2022). DOI : 10.1038/s41592-022-01672-3
Les chercheurs ont voulu comprendre comment les virus brisent ces défenses de première ligne. « Comment les virus naviguent-ils dans ces barrières complexes ? » dit Welsher. Mais ces premiers moments critiques avant le début de l’infection ont longtemps été difficiles, voire impossibles, à observer avec les méthodes de microscopie existantes, a-t-il ajouté.
Cela s’explique en partie par le fait que les virus se déplacent de deux à trois ordres de grandeur plus rapidement dans l’espace non confiné à l’extérieur de la cellule, par rapport à son intérieur surpeuplé. Pour rendre les choses encore plus délicates du point de vue de l’imagerie, les virus sont des centaines de fois plus petits que les cellules qu’ils infectent.
« C’est pourquoi c’est un problème si difficile à étudier », a déclaré Johnson. Au microscope, « c’est comme si vous essayiez de prendre une photo d’une personne debout devant un gratte-ciel. Vous ne pouvez pas prendre tout le gratte-ciel et voir les détails de la personne devant avec une seule photo. »
L’équipe a donc développé une nouvelle méthode appelée 3D Tracking and Imaging Microscopy (3D-TrIm), qui combine essentiellement deux microscopes en un. Le premier microscope « se verrouille » sur le virus en mouvement rapide, balayant un laser autour du virus des dizaines de milliers de fois par seconde pour calculer et mettre à jour sa position. Au fur et à mesure que le virus rebondit et culbute à l’extérieur de la cellule, la platine du microscope s’ajuste en permanence pour le garder au point.
Alors que le premier microscope suit le virus, le deuxième microscope prend des images 3D des cellules environnantes. L’effet combiné, a déclaré Welsher, s’apparente à la navigation avec Google Maps : il montre non seulement votre position actuelle pendant que vous conduisez, mais aussi le terrain, les points de repère et la configuration générale du terrain, mais en 3D.
« Parfois, quand je présente ce travail, les gens demandent, ‘est-ce un jeu vidéo ou une simulation?' », a déclaré Johnson, maintenant associé postdoctoral au Howard Hughes Medical Institute Janelia Research Campus. « Non, c’est quelque chose qui vient d’un vrai microscope. »
Avec leur méthode, les chercheurs ne peuvent pas simplement, par exemple, regarder une personne en bonne santé respirer des particules virales provenant de la toux ou des éternuements d’une personne infectée. D’une part, ils doivent attacher une étiquette fluorescente spéciale à un virus avant de pouvoir le suivre – ce que le microscope suit est le mouvement de la tache incandescente. Et actuellement, ils ne peuvent suivre un virus que pendant quelques minutes à la fois avant qu’il ne s’éteigne.
« Le plus grand défi pour nous maintenant est de produire des virus plus brillants », a déclaré Exell.
Mais Welsher a déclaré qu’il espère que la technique permettra de suivre les virus en action au-delà de la lamelle couvre-objet et dans des environnements plus réalistes de type tissulaire où les infections s’installent pour la première fois.
« C’est la véritable promesse de cette méthode », a déclaré Welsher. « Nous pensons que c’est quelque chose que nous avons la possibilité de faire maintenant. »
Plus d’information:
Courtney Johnson et al, Capturer le point de départ de l’interaction virus-cellule avec le suivi 3D à haute vitesse d’un seul virus, Méthodes naturelles (2022). DOI : 10.1038/s41592-022-01672-3