Proteinfaltung in Zeiten von Sauerstoffmangel

Proteine ​​bestehen oft aus hunderten oder tausenden Einzelteilen – den Aminosäuren. Diese sind wie die Glieder einer Kette miteinander verbunden. Proteinmoleküle könnten ihre Aufgabe als hin und her flatterndes langes Filament jedoch nicht erfüllen. Jeder von ihnen wird daher bei seiner Entstehung auf seine eigene, ganz spezifische Weise gefaltet. Bei Proteinen, die aus der Zelle nach außen abgegeben oder in intrazelluläre Speicher transportiert werden, findet diese Faltung an einem bestimmten Ort in der Zelle statt: dem Endoplasmatischen Retikulum (ER). Dabei können auch die im Zuge dieser Proteinfaltung nebeneinanderliegenden Teilstränge an definierten Stellen miteinander verknüpft werden. Dadurch wird verhindert, dass sich der Ball auflöst und behält seine funktionale Form.

Die Verbindung erfolgt über einen Mechanismus, den viele Menschen bereits aus einem ganz anderen Kontext kennen – aus dem Friseursalon. Das liegt daran, dass es beim Dauerwellen verwendet wird, um das Haar in Form zu halten. Dazu werden bestimmte Chemikalien auf die Lockenwickler aufgetragen. Sie sorgen dafür, dass zwischen benachbarten Haarproteinen chemische Bindungen, sogenannte Disulfidbrücken, entstehen. „Bei der Proteinfaltung werden an bestimmten Stellen im Proteinfilament auch Disulfidbrücken gebildet, die benachbarte Teilstränge verbinden“, erklärt Prof. Dr. Andreas Meyer vom Institut für Nutzpflanzenwissenschaften und Ressourcenschutz (INRES) der Universität Stuttgart Bonn.

Molekulare „Eimerleitung“ leitet Elektronen weiter

Chemisch gesehen handelt es sich bei diesem Vorgang um eine Oxidation: Denn bestimmte Aminosäuren enthalten gebundenen Schwefelwasserstoff (chem: SH). Kommen zwei solcher Aminosäuren bei der Faltung des Filaments nebeneinander zu liegen und spaltet man den Wasserstoff (H) von ihren SH-Gruppen ab, entsteht eine Disulfidbrücke (chem. SS). Dabei wird aus den beiden ursprünglichen SH-Bindungen jeweils ein Elektron entfernt. Dies geschieht durch bestimmte Proteine, die eine genau passende „Zugkraft“ auf die Elektronen ausüben. Allerdings müssen die entnommenen Elektronen aus dieser Umgebung herausgeführt werden, da sie sonst Schaden anrichten können.

Wenn es brennt, bilden Menschen manchmal eine Eimerkette und reichen den vollen Wassereimer von einer Person zur nächsten. Bei Pflanzen gibt es Ähnliches: Die entnommenen Elektronen werden durch eine Kette von Stützproteinen weitergegeben und schließlich entsorgt. Damit das funktioniert, muss jedes der beteiligten Proteine ​​entlang dieser Kette etwas mehr Zugkraft haben – in der Forschung spricht man auch von Redoxpotential. „Diese Prozesse sind im Prinzip mechanistisch zu verstehen“, erklärt Meyer. „Wie groß die Redoxpotentiale in lebenden Zellen genau sind und wie die gesamte Reaktionskette dynamisch abläuft, ist jedoch unbekannt.“

Doch der Grad der Traktion ist entscheidend, damit die Proteinfaltung zum gewünschten Ergebnis führt: Ist sie zu stark, werden zu viele SH-Gruppen oxidiert. Die Aminosäurekugel ist dann an den falschen Stellen verknüpft und nimmt nicht die richtige Form an. Ein zu niedriges Redoxpotential führt dagegen zu einer unzureichenden Stabilisierung, da zu wenige Disulfidbrücken gebildet werden.

„Wir haben jetzt eine Methode entwickelt, um das Redoxpotential eines der am ER der lebenden Zelle beteiligten Moleküle zu messen“, sagt Meyers Mitarbeiter José Manuel Ugalde. „Da sich das Redoxpotential mit der Zeit ändern kann, machen wir das im Drei-Minuten-Takt über mehrere Stunden.“ Die Messung erfolgt mit einem Sensorprotein, das bei Bestrahlung mit einem Laser selbst Licht emittiert, also fluoresziert. Die emittierte Lichtintensität hängt vom Redoxpotential des gemessenen Moleküls ab. Die Forscher konzentrierten sich auf das letzte Glied in der „Eimerlinie“, die ER-Oxidoreduktine (EROs). Diese übertragen die den Proteinen entrissenen Elektronen auf Sauerstoff und entsorgen sie so.

Weniger Traktion als erwartet

Als Versuchspflanze dienten den Gruppen aus Münster und Bonn Arabidopsis thaliana. Es hat zwei leicht unterschiedliche EROs, deren Bauanleitung auf zwei verschiedenen Genen liegt. „Wir konnten zeigen, dass die EROs eine viel geringere Zugkraft auf Elektronen ausüben als bisher angenommen“, erklärt Meyer. „Also ist die ganze Kette wahrscheinlich anders kalibriert.“

Die EROs brauchen Sauerstoff, um ihre Elektronen loszuwerden. Kommt es jedoch zu Staunässe – zum Beispiel durch übermäßiges Gießen von Topfpflanzen oder nach einer Überschwemmung auf dem Feld – ist Sauerstoff für Teile der Pflanzen knapp. Unter diesen Bedingungen scheinen die EROs die Redoxpotentiale in der Eimerlinie so einzustellen, dass die Bildung von Disulfidbrücken immer noch fortschreiten kann, wenn auch mit verringerter Geschwindigkeit. Das bedeutet, dass die Pflanze auch ohne Sauerstoff wachsen kann. Um diesen Effekt genauer zu untersuchen, schalteten die Forscher eines der ERO-Gene komplett aus und das zweite deutlich inaktiver. Infolgedessen reagierte die Pflanze viel empfindlicher auf Sauerstoffmangel und andere Arten von reduktivem Stress. Zum Beispiel wuchs es dann nur noch sehr langsam.

„Trotzdem funktionierte die Proteinfaltung unter diesen Bedingungen zumindest teilweise noch“, sagt Meyer, der auch Mitglied des transdisziplinären Forschungsbereichs „Sustainable Futures“ an der Universität Bonn ist. „Wir vermuten daher, dass es in Arabidopsis einen zweiten Mechanismus gibt, der die Oxidation von SH-Resten in Proteinen im ER bewerkstelligt.“

Welche das genau sind, wollen die Forscher nun herausfinden. Langfristig könnten ihre Erkenntnisse daher potenziell zur Entwicklung von Pflanzensorten beitragen, die kurzzeitigem Sauerstoffmangel besser standhalten. Da durch den Klimawandel nicht nur Dürren, sondern auch Überschwemmungen zunehmen, dürfte die Nachfrage danach in Zukunft deutlich steigen.

Die Studie wurde veröffentlicht in Pflanzenzelle.