Neue Erkenntnisse darüber, wie Xeroderma pigmentosum verursachende Genprodukte die Genauigkeit der DNA-Reparatur sicherstellen

Unsere genomische DNA wird kontinuierlich durch endogene Faktoren wie reaktive Sauerstoffspezies und auch durch Umweltfaktoren wie ultraviolettes Licht, Strahlung und Chemikalien geschädigt. Gelingt es nicht, beschädigte DNA zu reparieren, kann es zu Mutationen und Zelltod kommen, was schließlich zur Entstehung von Krebs und anderen Krankheiten führen kann. Um dies zu verhindern, sind unsere Zellen mit verschiedenen Abwehrsystemen ausgestattet, die darauf abzielen, beschädigte DNA zu finden und zu reparieren.

Die Nukleotid-Exzisionsreparatur (NER) ist ein wichtiger Mechanismus zur Reparatur verschiedener DNA-Läsionen, die durch ultraviolettes Licht und chemische Karzinogene verursacht werden. Viele Patienten mit der Diagnose Xeroderma pigmentosum (XP) weisen Mutationen in einem der Gene auf, die für Proteine ​​kodieren, die am NER-Mechanismus beteiligt sind. Es ist bekannt, dass ihre hohe Anfälligkeit für durch ultraviolettes Licht verursachten Hautkrebs insbesondere auf die mangelnde NER-Funktion zurückzuführen ist. Dies zeigt uns auch, dass NER als Abwehr gegen Krebs dient.

Der erste Schritt von NER betrifft das XPC-Protein, eines der mehreren XP-verursachenden Genprodukte, das als „Sensor“ fungiert, um Anomalien in der DNA-Struktur zu lokalisieren. XPC kann mit einer Vielzahl von DNA-Läsionen umgehen und bindet gleichzeitig an DNA-Stellen, ohne dass es zu Schäden wie Basenfehlpaarungen kommt. Da unnötige Reparaturreaktionen an solch ungeeigneten Stellen das Risiko unerwünschter Mutationen erhöhen können, ist es wichtig zu prüfen, ob Schäden vorhanden sind, die repariert werden müssen. Obwohl bereits gezeigt wurde, dass der basale Transkriptionsfaktor TFIIH und das XPA-Protein bei einem solchen Schadensnachweisschritt eine Rolle spielen, blieb der detaillierte Mechanismus bisher unklar.

Den bekannten Reaktionsschritten im NER-Prozess folgend, haben Forscher einer Studie veröffentlicht in Natur stellten eine Reihe von Komplexen her, die beschädigte DNA enthielten, die nacheinander durch XPC, TFIIH und XPA gebunden wurde, und die dann einer kryogenen Elektronenmikroskopie unterzogen wurden, um ihre molekularen Strukturen im Detail zu analysieren. TFIIH ist ein großer Proteinkomplex, der aus sieben Untereinheiten besteht, darunter XPB- und XPD-Proteine, die sowohl bei NER als auch bei der Transkription (Genexpression) eine entscheidende Rolle spielen. Normalerweise nimmt es eine U-förmige „Hufeisen“-Struktur an, wobei die XPB- und XPD-Proteine ​​an den Spitzen seiner beiden offenen Arme positioniert sind.

Diese Hufeisenstruktur blieb im DNA-XPC-TFIIH-Komplex erhalten, wobei XPB an der Schadensstelle an XPC gebunden war, während XPD weder mit DNA noch mit XPC interagierte. Als später XPA beteiligt war, erfuhr TFIIH jedoch eine große Konformationsänderung. Während sich die beiden offenen Arme des Hufeisens zu einer ringförmigen Struktur zusammenfügten, entfernte sich XPB von der beschädigten Stelle, sodass XPD dazwischen DNA binden konnte.

Wie bestätigt diese molekulare Anordnung dann das Vorhandensein eines DNA-Schadens? Es ist bekannt, dass XPB als „DNA-Translokase“ fungiert, die an den DNA-Duplex bindet und sich entlang eines der DNA-Stränge bewegt. Aufgrund der neu aufgeklärten Struktur des Komplexes wurde angenommen, dass sich XPB entlang der DNA von der Schadensstelle weg bewegen sollte. Da es jedoch durch andere Proteine ​​eingeschränkt wird, kann sich XPB selbst nicht wirklich bewegen. Stattdessen bewegt sich der DNA-Duplex in die entgegengesetzte Richtung. Mit anderen Worten: XPB schiebt die DNA in den Komplex.

Da die Struktur zeigte, dass ein Teil von Darüber hinaus war auch bekannt, dass XPD an einzelsträngige DNA bindet und sich entlang dieser in einer definierten Richtung (5’→3′) bewegt.

Von den beiden DNA-Strängen, die durch XPB und XPA entwirrt wurden, bindet XPD an den beschädigten. Allerdings kann sich der XPD selbst, wie auch bei XPB, nicht bewegen, sodass der beschädigte Strang ebenfalls in Richtung des Komplexes gezogen wird. Bei der Bindung an eine einzelsträngige DNA entsteht in XPD ein schmales Loch, durch das der DNA-Strang verläuft. Wenn es also eine sperrige Läsion am DNA-Strang gibt, wird dieser Teil am Eingang des XPD festgehalten, so dass der Strang seine Bewegung stoppt (wie ein verknoteter Faden, der nicht durch das Nadelöhr passt).

Die vorliegende Forschung konnte somit erfolgreich den Mechanismus aufklären, durch den das Vorhandensein einer DNA-Läsion verifiziert wird: Die Entscheidung, mit der Reparaturreaktion fortzufahren, wird durch die Blockierung der DNA-Strangbewegung durch XPD getroffen. Tatsächlich haben frühere Untersuchungen gezeigt, dass nicht sperrige DNA-Läsionen (Basenablösung usw.), von denen vorhergesagt werden konnte, dass sie durch das XPD-Loch gelangen, kein Ziel für den NER-Reparaturprozess sind.

Die aktuelle Forschung hat geklärt, welche Teile von Proteinen wie XPA, XPB und XPD am NER-Prozess zur Reparatur beschädigter DNA beteiligt sind und welchen Wirkmechanismus sie haben. Da sich unser Verständnis über die negativen Auswirkungen struktureller Veränderungen, die in pathogenen Varianten dieser Proteine ​​bei XP-Patienten hervorgerufen werden, auf die Reparaturreaktion vertieft, könnte es auch möglich sein, die zukünftige Entwicklung von Arzneimitteln und anderen Behandlungen zu unterstützen.