Biophysiker enthüllen, wie drei Proteine ​​interagieren, um die Zellbewegung zu optimieren

In einer einzigen menschlichen Zelle wimmelt es von bis zu 100.000 verschiedenen Proteinen. Aktin ist eines der am häufigsten vorkommenden und essentiellsten von allen. Dieses Protein formt sich zu Filamenten, die dabei helfen, das Skelett der Zellen aufzubauen und ihnen ihre Form zu geben. Und wenn sich die Aktinfilamente verlängern, arbeiten sie wie Muskeln und drücken gegen die Innenmembran einer Zelle, um sie vorwärts zu bewegen.

Es ist bekannt, dass drei weitere Proteine ​​die Aktivitäten von Aktin steuern. Eine Proteinklasse fügt einzelne Aktinmoleküle zu Aktinfilamenten zusammen, eine andere bewirkt, dass die Filamente nicht mehr wachsen, und eine dritte Klasse zerlegt die Filamente.

Biophysiker der Emory University haben jedoch eine noch komplexere und differenziertere Sichtweise entdeckt, wie diese drei Proteine ​​zusammen die Aktindynamik beeinflussen. Naturkommunikation veröffentlichten die Ergebnisse und zeigten, wie diese Proteine ​​manchmal von Solo- oder Duett-Auftritten zu Trio-Auftritten übergehen und so die Aktivität von Aktinfilamenten feinabstimmen können.

Die Entdeckung öffnet ein weiteres Fenster zur Dynamik der Zellbewegung, die für Prozesse von der Stammzelldifferenzierung und Wundheilung bis hin zur Entstehung von Krankheiten wie Krebs von entscheidender Bedeutung ist.

„Wir haben herausgefunden, dass diese drei Proteine ​​zwar eine Sache tun, wenn sie alleine arbeiten, aber eine ganz andere Sache, wenn die anderen beiden Proteine ​​sich ihnen anschließen“, sagt Shashank Shekhar, Emory-Assistenzprofessor für Physik und Zellbiologie und leitender Autor der Studie. „Es wird wirklich komplex, sehr schnell.“

„Niemand hatte bisher untersucht, wie alle diese Proteine ​​gleichzeitig mit Aktin interagieren“, fügt Heidi Ulrichs, Co-Erstautorin der Studie und Emory-Doktorandin, hinzu. Kandidat in Biochemie, Zell- und Entwicklungsbiologie. „Unsere Arbeit ist der erste Bericht darüber, dass alle drei das gleiche stachelige Ende eines Aktinfilaments besetzen.“

Ulrichs arbeitete bei dem Projekt eng mit Ignas Gaska zusammen, einem Postdoktoranden im Shekkhar-Labor, der Co-Erstautor der Arbeit ist.

Aufbauend auf früheren Forschungsergebnissen

Die Forschung darüber, wie Proteine ​​individuell auf Aktin wirken, ist relativ gut charakterisiert.

Ein Polymeraseprotein wie Formin treibt die Aktinverlängerung voran. Formin positioniert sich am Ende eines Aktinfilaments, greift nach frei schwebenden Aktinmolekülen und stapelt sie eines nach dem anderen, um das Ende weiter wachsen zu lassen.

Depolymerase-Proteine ​​wie Twinfilin sind eine weitere Klasse von Proteinen, die Aktin beeinflussen. Twinfilin funktioniert wie eine Fusselrolle, bindet sich an das Ende eines Filaments und löst ein Molekül nach dem anderen ab. Twinfilin kann den Vorgang wiederholen, um das Aktinfilament vollständig zu zerlegen.

Proteine, sogenannte Capper, können die Verlängerung und Auflösung der Filamente stoppen. Ein Verschließer befestigt sich am Ende eines Aktinfilaments und bedeckt es wie ein Hut, wodurch die Aktivität der anderen Proteine ​​blockiert wird.

Dieses Wissen wurde durch die Isolierung jeweils eines Proteins aufgebaut, um zu untersuchen, wie es Aktin beeinflusst. Neuere Studien haben auch gleichzeitige Wechselwirkungen zwischen Twinfilin und Capping-Proteinen gezeigt.

Ein neuer Ansatz mit fortschrittlicher Technologie

Für die aktuelle Studie wollten die Forscher untersuchen, ob Formin, Twinfilin und das Capping-Protein alle drei gleichzeitig auf Aktin wirken können.

„Ein Aktinfilamentende ist wirklich winzig, nur fünf Nanometer im Durchmesser“, erklärt Shekhar. „Ein Gedanke war, dass einfach nicht genug Platz zur Verfügung steht, damit drei Proteine ​​gleichzeitig an einem einzelnen Aktinfilament arbeiten könnten.“

Das Shekhar-Labor ist eines der wenigen auf der Welt, das die hochspezialisierte Technik der mikrofluidikunterstützten Totalreflexions-Fluoreszenzmikroskopie (mf-TIRF) einsetzt, um zu untersuchen, wie sich das Aktin-Zytoskelett umgestaltet.

Zellen sind vollgepackt mit Tausenden von Proteinen, die sich bewegen und unterschiedliche Funktionen erfüllen, sodass es unmöglich ist, sie alle zu verfolgen. Forscher müssen die Proteine ​​von Interesse isolieren und sie außerhalb eines zellulären Systems untersuchen, indem sie sie auf einem Objektträger in ein Mikrofluidiksystem einbringen.

Die mf-TIRF-Technologie ermöglicht es dem Shekhar-Labor, fluoreszierende Kugeln an einzelne Proteinmoleküle anzubringen, sodass Forscher durch ein Mikroskop besser beobachten können, was diese Moleküle tun.

In Experimenten markierten die Forscher Moleküle von Aktin, Formin, Twinfilin und dem Capping-Protein mit vier verschiedenen Farben, die fluoreszierendes Licht emittierten. Anschließend führten sie Aktin in das Mikrofluidiksystem ein und fügten nacheinander die anderen Proteine ​​hinzu.

Die Ergebnisse überraschten sie.

Wenn Twinfilin, das Protein, das ein Aktinfilament aufbricht, in Gegenwart von Formin und dem Abdeckprotein hinzugefügt wurde, beschleunigte Twinfilin tatsächlich den Prozess der Filamentverlängerung.

„Das ist kontraintuitiv, was cool ist“, sagt Ulrichs. „Wenn man Naturwissenschaften betreibt, wird man ständig überrascht.“

Twinfilin allein konnte Formin am Ende des Aktinfilaments nicht verbinden. Wenn jedoch auch das Capping-Protein vorhanden war, konnten alle drei gleichzeitig auf der winzigen Oberfläche des Aktinfilaments zusammenarbeiten.

Shekhar vergleicht die Wirkung der Zusammenarbeit aller drei Proteine ​​mit einem Knopf, der eine präzisere Steuerung eines Prozesses ermöglicht.

„Unsere Ergebnisse begründen ein neues Paradigma, bei dem die drei Proteine ​​zusammenarbeiten, um genau abzustimmen, wie schnell oder langsam Aktinfilamente gebildet werden“, sagt er.

Die Dynamik der Interaktion der drei Proteine ​​mit Aktin ist von grundlegender Bedeutung, um die komplexen Geheimnisse darüber zu entschlüsseln, wie Zellen normal funktionieren und was passiert, wenn etwas schief geht.

„Wir bauen Schritt für Schritt, Studie für Studie, Wissen über die Dynamik dessen auf, was im Inneren einer Zelle geschieht“, sagt Ulrichs.